DNA-reparasjon

Gjennom mekanismer av DNA-reparasjonsceller kan eliminere skadelige forandringer i deres DNA struktur. Slike skader på DNA kan forårsakes spontant i løpet av DNA-replikasjon eller ved eksponering for mutagene stoffer, ekstrem varme eller ioniserende stråling .

DNA-skade kan føre til feil replikering av DNA for mitose , proteiner som ikke lenger eller feil syntetiseres eller viktige kromosomområder blir splittet etter dobbeltstrengspauser .

Hvis de komplekse reparasjonsmekanismene i cellen ikke lykkes, akkumuleres så mange defekter i voksende og hvilende somatiske celler at normale cellefunksjoner blir forstyrret. I en kimcelle ville ikke dattercellene lenger være levedyktige, noe som fører til en inaktivering av cellelinjen: cellen eller den andre til tredje påfølgende generasjon mister evnen til å dele seg og dø. I løpet av cellesykluskontroll , kontroll- proteiner kan gjenkjenne en celle eller dets DNA som er defekt og initiere syklus-stans (G- ₀ -fase) eller programmert celledød ( apoptose ).

I mellomtiden har det vært mulig å spore individuelle DNA-reparasjonsenzymer på jobb i en bakterie ved hjelp av PAL-mikroskopi og å bestemme de tilsvarende parametrene. I E. coli tar for eksempel en reparasjon av basissnitt i godt to sekunder.

Årsaker til DNA-skade

Mulige årsaker er metabolske prosesser, kjemiske stoffer eller ioniserende stråling , slik som UV-stråling , elektroner eller protoner .

DNA-skade samt replikasjonsfeil og andre cellulære prosesser kan føre til mutasjoner . Siden mutasjoner har sine egne reparasjonsmekanismer, kan de sees her på en lignende måte som DNA-skade.

Metabolske prosesser

En celle er et steady state-system . Den absorberer kontinuerlig molekyler, behandler dem, syntetiserer stoffene den trenger og frigjør i sin tur visse stoffer i miljøet. Under normal cellulær metabolisme kan reaktive oksygenarter (ROS, inkludert oksygenradikaler) oppstå som forårsaker en betydelig mengde oksidativ skade. Oftest er dette baseskader og enkeltstrengsbrudd, mindre enn 0,5% er dobbeltstrengsbrudd, som også er relativt jevnt fordelt over DNA. Sannsynligheten for endogent induserte klynger av skade og dermed - vanskelig å reparere - akkumulerte lesjoner (komplekse lesjoner), da de ellers oppstår på grunn av den ikke-homogene frigjøring av energi fra ioniserende stråling, er svært lav. For høy protontetthet og / eller for høy temperatur kan utløse avurinering eller depyrimidering .

UV-stråling

Den UV-stråling som kan føre til direkte endringer ( mutasjoner ) i DNA, som særlig absorberer UV-C-FUV stråling. Enkeltstrenget DNA viser absorpsjonsmaksimum ved 260 nm. Både UV-B og UV-A kan indirekte skade DNA gjennom dannelse av reaktive oksygenradikaler , som forårsaker dannelse av oksidative DNA-lesjoner, som igjen fører til mutasjoner. Disse er antagelig ansvarlige for utviklingen av UV-A-induserte svulster.

Typer DNA-skader

• Base modifikasjoner
  • Pyrimidindimerer vanligvis 6–4 fotoprodukter ( 6-4PPs ) eller cyklobutanpyrimidindimerer ( CPDs )
  • oksyderte baser for eksempel 8-okso-7,8-dihydroguanin ( 8-oksoG ) eller 8-okso-7,8-dihydroadenin ( 8-oksoA )
  • alkylerte baser (f.eks. basemetylering)
  • andre klumpete lesjoner (klumpete baseendringer)
• Grunnmatcher på grunn av feil replikering ( mismatch )
• Tap av base - apurinering eller apyrimidering ( AP-steder )
• Endringer i sukkerstrukturen
• DNA-protein tverrbindinger ( DNA-protein tverrbindinger )
• DNA-DNA-lenker ( DNA-tverrbindinger )
• Enkeltstrengspauser ( ss pauser )
• Dobbelttrådsbrudd ( ds bryter )

Behandlingen med en grå røntgenstråling genererer omtrent per celle

• 1000-2000 basemodifikasjoner
• 500–1000 enkeltstrengspauser
• 800–1600 Endringer i sukkerstrukturen
• 150 DNA-protein tverrbindinger
• 50 dobbeltstrengspauser

Reparasjon av DNA-skader

Det finnes forskjellige spesialiserte reparasjonsmekanismer for de forskjellige typene DNA-skader. For eksempel spesialiserer noen mekanismer seg i å reparere skader på enkeltstrenger av DNA, mens andre er spesialister på å reparere DNA-dobbeltstrengsbrudd.

Det er også forskjeller mellom prokaryoter og eukaryoter, som har forskjellige DNA-polymeraser .

Reparasjon av enkeltstrengs skade

Base Excision Repair (BER)

Reparasjon av baseeksisjon løser feil i form av oksyderte, alkylerte eller deaminerte individuelle baser. Skader på basene gjenkjennes av en spesifikk DNA-glykosylase og kuttes ut (eksisjon). Dette vandrer langs det lille sporet og bretter de enkelte basene inn i det katalytiske sentrum. En skadet base fjernes fra DNA-glykosylasen, hvoretter en AP- endonuklease (apurinisk / apyrimidinisk endonuklease) introduserer et enkeltstrengsbrudd i sukker-fosfat-ryggraden. En DNA-polymerase syntetiserer riktig base avhengig av den komplementære basen på den feilfrie strengen. Det er to varianter av BER: kort patchreparasjon (en enkelt base erstattes) og long patch reparasjon (2-20 nukleotider byttes ut). Hos mennesker er DNA-polymerase β ( Pol β ) den viktigste ansvarlige polymerase. En DNA-ligase kobler den nye basen i DNA-strengen, noe som korrigerer feilen.

Nucleotide Excision Repair (NER)

I motsetning til reparasjon av baseeksisjon, oppdager nukleotid excision repair (NER) primært såkalte "klumpete lesjoner", dvs. steder som skaper en slags "pukkel" i DNA-molekylet og derved forstyrrer spiralstrukturen. Dette kan være pyrimidindimerer og 6,4 fotoprodukter, som genereres av UV-stråling.

Nukleotid eksisjon reparasjon er delt inn i skaderegistrering, snitt, kutting av et 25-30 base langt DNA-segment, den nye syntesen av dette segmentet og den påfølgende ligering.

NER forekommer i både prokaryoter og eukaryoter, men mekanismene og enzymene som er involvert er forskjellige. Mens det i prokaryoter som Escherichia coli Uvr-proteiner og DNA-polymerase I er involvert, er det i eukaryoter proteiner som får navn fra arvelige sykdommer Xeroderma pigmentosum og Cockayne syndrom , f.eks. B. XPA eller CSA . De involverte polymerasene inkluderer DNA-polymerasene δ, ε og / eller κ.

I eukaryoter er det to veier for å reparere nukleotideksisjon. På den ene siden Global Genome Repair (GGR), som reparerer skader i områder av DNA som er inaktive for transkripsjon, og på den andre siden den såkalte Transcription Coupled Repair (TCR), som reparerer skader på DNA for tiden skal transkriberes. Den eneste forskjellen mellom disse to formene er påvisning av skade.

I TCR er det viktig at RNA-polymerase II blokkert av skaden fjernes slik at TCR-proteinene får tilgang til DNA-skaden. Denne fjerningen av RNA-polymerase II er mulig gjennom CSA og CSB. I GGR gjenkjennes DNA-lesjonen av proteinkomplekset XPC / HHR23B. I kontrast spiller dette komplekset ingen rolle i TCR. De videre trinnene er identiske for begge reparasjonsmetodene. XPA og RPA brukes til ytterligere DNA-skaderegistrering, og de leder helikasene XPB og XPD til lesjonen, som avvikler DNA i umiddelbar nærhet av skaden.

De siste årene har skjebnen til måneskinnbarna blitt stadig mer påpekt i media. Dette er barn som er rammet av en sjelden genetisk defekt, og som må unngå all eksponering for sollys for å motvirke den raske utviklingen av hudkreft. Disse barna lider av xeroderma pigmentosum (XP, også kalt melanosis lenticularis progressiva eller måneskinsykdom), som er forårsaket av en defekt i reparasjonen av nukleotider. Mangelen resulterer ikke bare i xeroderma pigmentosum, men også to andre sykdommer, det såkalte Cockayne-syndromet og trichothiodystrofi.

Endonukleasene XPG og XPF-ERCC1 kutter DNA-strengen på to punkter, 3 'og 5' (dobbelt snitt), slik at et oligonukleotid på ca. 30 baser frigjøres som inneholder skaden. Dette følges av polymerisering av det manglende DNA-segmentet av DNA-polymerase og andre faktorer. Det siste trinnet er ligering av den syntetiserte seksjonen ved bruk av DNA-ligase I og klaffendonuklease 1 eller ligase III-XRCC1-komplekset.

Mutasjoner som påvirker XPA-XPG-familien fører til utvikling av det kliniske bildet Xeroderma pigmentosum . Med Xeroderma pigmentosum øker risikoen for hudkreft , noe som indikerer viktigheten av en fungerende DNA-reparasjon etter UV-stråling.

Korrektur ved hjelp av DNA-polymerase (base-mismatch-reparasjon)

Under replikasjon skilles de to strengene av en DNA-dobbeltstreng og kompletteres med baseparing slik at to (nesten) identiske dobbeltstrengede DNA-molekyler er tilstede. Enzymet involvert i dette , en DNA-avhengig DNA-polymerase , katalyserer ikke bare syntesen av en ny DNA-streng fra nukleotider basert på den eksisterende DNA- malen . Det kan også (engelsk under prosessen gjenkjenne et mismatch mismatch ) og reverseres, slik at riktig parret deoxyribonukleotid kan legges til; dette kalles korrekturlesing (engelsk korrekturlesing ), henholdsvis.

Denne tilleggsfunksjonen til DNA-polymerasen utføres med en veldig lav feilrate, men ikke hundre prosent presist. Ved hjelp av DNA-misparasjonsreparasjonsproteiner reduseres feilraten ytterligere, antall spontane mutasjoner er rundt tusen ganger lavere. På grunnlag av metyleringsstatusen kan en mulig defekt datterstreng skilles fra moderstrengmalen, siden den ikke er metylert før senere . En mangel i reparasjonsprosessen som ikke samsvarer, kan for eksempel forårsake en form for tykktarmskreft, et arvelig ikke-polypose kolorektalt karsinom .

Fotoreaktivering

Fotolaser er i stand til å oppløse syklobutanringer og (6-4) fotoprodukter dannet i DNA ved ultrafiolett stråling . De har et såkalt antennekompleks som de absorberer blått eller ultrafiolett lys med, og overfører to elektroner fra kofaktoren FAD til DNA-skaden bundet i enzymets aktive sentrum ved hjelp av denne energien . Den samme splittelsen som et resultat. Fotolasen gjenoppretter dermed den opprinnelige strukturen til DNA uten å kutte ut eller sette inn baser . Til dags dato har fotolaser blitt påvist i mange organismer fra prokaryoter til sopp og planter til pungdyr . Til tross for deres ubestridte gunstige egenskaper for disse organismer, har fotolaser gått tapt flere ganger i løpet av evolusjonen. Selv høyere pattedyr , inkludert mennesker, har ikke lenger noen reparasjonsaktive varianter av disse proteinene. Årsakene til dette er ennå ikke avgjort avklart.

Reparasjon av dobbeltstrengsbrudd

Et dobbeltstrengsbrudd kan vanligvis repareres ved hjelp av homologe reparasjonsmekanismer eller ikke-homolog reparasjon. Ikke-homolog reparasjon er mer utsatt for feil og fører oftere til endringer i den originale sekvensen i form av slettinger eller mindre innsettinger. Denne egenskapen er brukt i genomredigering, for eksempel gjennom CRISPR / Cas9-systemet, for å generere målrettede mutasjoner i et genom. Homologe reparasjonsmekanismer er spesielt vanlige i bakterier og gjær, mens i høyere eukaryoter repareres de fleste dobbeltstrengspausene ikke-homologt. Homologe reparasjonsmekanismer er spesielt aktive i S- og G2-cellefasen. Søsterkromatiden er da ofte nær brytpunktet og kan tjene som en mal for reparasjonen. I G1 til tidlig S fase er ikke-homolog reparasjon mer aktiv.

Homolog reparasjon

Homolog reparasjon begynner med reseksjon av 5'-endene av en åpen brokk av MRX-komplekset (MRN hos pattedyr og planter) bestående av MRE11, Rad50 og XRCC1 (NBS1). Ved hjelp av proteinene Rad51, Rad54, binder den enkeltstrengede 3'-enden av pausen i en region som er homolog med reparasjonsstedet (f.eks. Søsterkromatiden) og danner en struktur som kalles en D-sløyfe . Den manglende strengen syntetiseres ved hjelp av den homologe malen. To Holliday-strukturer blir deretter dannet, hvis oppløsning enten resulterer i en kryssing av de to strengene eller i en oppløsning.

Synteseavhengig strandannealing (SDSA)

Hvis bindingen av den åpne enden av dobbeltstrengsbruddet finner sted i et område som ikke er homologt med reparasjonsstedet, kalles det SDSA. Som et resultat blir bruddet reparert, men såkalte fyllstoffsekvenser er innlemmet som kommer fra området der D-sløyfen ble dannet.

Enkeltstrengs gløding

I tilfelle et brudd mellom repetisjonene, kan endene på pausen forkortes i en slik grad at homolog sammenkobling kan finne sted i lengre homologiområder. Strengen repareres deretter, noe som fører til en sletting av området mellom de to repetisjonene.

Ikke-homolog reparasjon

Ikke-homolog reparasjon gjøres uten å bruke en homolog mal. Det må skilles mellom ikke-homolog end-joining (NHEJ) og microhomology-mediated end-joining (MMEJ) - noen ganger også kalt alternativ eller backup NHEJ.

Ikke-homolog sluttforbindelse (NHEJ)

NHEJ starter med å binde Ku-komplekset bestående av Ku70 og Ku80 til de åpne endene av dobbeltstrengsbruddet. Dette beskytter de åpne endene mot ytterligere nedbrytning ved eksonukleaser, og bruddet stabiliseres. Når man binder de åpne endene, brukes ofte korte homologiområder mellom de åpne endene (såkalt mikrohomologi). Deretter finner bindingen av MRX- eller MRN-komplekset sted (se homolog reparasjon), som behandler de åpne endene slik at de kan repareres av XRCC4-DNA-LigaseIV-komplekset. NHEJ blir ofte beskrevet som en feilutsatt reparasjonsmekanisme. Reparasjon av NHEJ resulterer vanligvis i mindre sletting av noen få baser eller små innsettinger på reparasjonsstedet.

Microhomology-mediert end-joining (MMEJ)

Hvis Ku-komplekset ikke binder seg til en åpen ende, for eksempel i knockoutmutanter eller under S- eller G2-fasen, når Ku70 / 80 ikke er like aktiv, skjer stabiliseringen av de åpne endene i lengre områder av mikrohomologi (5- 25 bp). Den åpne pausen blir deretter behandlet av MRX / MRN-komplekset og reparert av XRCC4 / DNA-ligase IV. Uten beskyttelse av Ku-komplekset blir de åpne endene utsatt for eksonukleaser lenger. Dette og bruken av et større område med mikrohomologi på reparasjonsstedet kan resultere i større sletting.

En forstyrrelse av disse reparasjonssystemene manifesterer seg ofte klinisk som kromosombruddsyndrom , som Nijmegen bruddsyndrom .

Reparasjon av tverrbindinger

Tverrbundet DNA fører til en aktivering av proteinene RAD18-SLF1-SLF2 i virveldyrceller, hvorved tverrbundet DNA ubiquitineres av RNF8 / RNF168 og deretter binder SMC5 / 6 proteinkomplekset .

Individuelle bevis

1. ↑ CR Bartram: Genetiske baser av karsinogenese. I: W. Hiddemann, CR Bartram (red.): Die Onkologie. Del 1, utgave 2, Verlag Springer, 2009, ISBN 3-540-79724-6 , s. 118–127 ( begrenset forhåndsvisning i Google Book Search).
2. ^ S. Uphoff, R. Reyes-Lamothe et al.: Enkeltmolekylært DNA-reparasjon i levende bakterier. I: Proceedings of the National Academy of Sciences . Volum 110, nummer 20, mai 2013, s. 8063-8068, doi: 10.1073 / pnas.1301804110 . PMID 23630273 . PMC 3657774 (gratis fulltekst).
3. ^ Sung-Lim Yu, Sung-Keun Lee: Ultrafiolett stråling: DNA-skade, reparasjon og menneskelige lidelser. I: Molecular & Cellular Toxicology . 13, 2017, s. 21, doi : 10.1007 / s13273-017-0002-0 .
4. ↑ Peter Elsner, Erhard Hoelzle et al.: Daglig lysbeskyttelse for å forhindre kronisk UV-skade på huden. I: JDDG. 5, 2007, doi : 10.1111 / j.1610-0387.2007.06099_supp.x .
5. ^ Rolf Sauer : Strålebehandling og onkologi. 5. utgave, Elsevier GmbH, Urban og Fischer Verlag, München, 2010; ISBN 978-3-437-47501-6 , s. 112 ( begrenset forhåndsvisning i Google- boksøk ).
6. ↑ Lucas-Lledó, JI & Lynch, M. Evolusjon av mutasjonshastigheter: fylogenomisk analyse av fotolyase / kryptokrom-familien . Mol. Biol. Evol 26: 1143-1153 (2009).
7. ↑ M. Raschle, G. Smeenk, RK Hansen, T. Temu, Y. Oka, MY Hein, N. Nagaraj, DT Long, JC Walter, K. Hofmann, Z. Storchova, J. Cox, S. Bekker-Jensen , N. Milan, M. Mann: Proteomics avslører dynamisk montering av reparasjonskomplekser under omgåelse av DNA-tverrbindinger. I: Vitenskap. 348, 2015, s. 1253671, doi: 10.1126 / science.1253671 .